发布日期：2026-10-11 来源：科普中国

杨莫、石晶昱

香港理工大学生物医学工程学系

杨莫教授是香港理工大学生物医学工程学系讲座教授，兼生物传感与精准诊疗联合研究中心主任，研究生物传感器及纳米探针，用于影像、传感与精准诊疗。

石晶昱博士是香港理工大学生物医学工程学系研究助理教授，聚焦生物传感平台开发，以实现生物标志物的高灵敏度及高特异性检测。

一、一滴血可以验癌的迷思

“一滴血就能检测癌症吗？不用做胃肠镜、不用做CT，一管血筛查全身肿瘤？”这类说法近几年在广告、短视频和体检套餐中频繁出现，大行其道。它之所以吸引眼球，是因为它把人们最在意的几件事串联在一起：无创、快速、覆盖广、在尚没症状前便已发现。但医学检测从来不是简单一句“能测”便足够，关键在于它测的究竟是什么、准确性如何、适合谁、结果异常后如何确证，以及整体得益是否大于潜在风险与代价。要回答这些问题，必须回到一个更准确的医学概念——液体活检（Liquid Biopsy）。

二、液体活检是什么？

液体活检的核心逻辑并不是在血液里看见肿瘤，而是在血液或其他体液（如脑脊液、唾液、胸腹水、尿液等）的复杂背景中，捕捉肿瘤留下的分子痕迹，再用检测技术与统计模型给出风险、分型或疗效的相关信息。换句话说，液体活检更像是在全身循环系统里搜寻线索，而不是直接下定论。检测到异常讯号与确诊癌症之间，始终隔着严格的确证流程；同样，未检测到讯号也不等于可以排除癌症的可能。

液体活检常见的检测对象通常是肿瘤材料或肿瘤诱导的材料，而不是肿瘤本体。例如，循环肿瘤细胞（Circulating Tumour Cells, CTCs）、循环肿瘤DNA（Circulating TumourDNA, ctDNA）、肿瘤来源外泌体/细胞外囊泡（Exosome/ExtracellularVesicles, EVs），以及把多种讯号组合起来的多组学模型（图一）。

具体而言，CTCs是从肿瘤灶脱落并进入血液循环的完整肿瘤细胞，通常信息维度丰富，包含更完整的转录组、蛋白表达等，但CTCs在外周血中数量往往极少，富集与鉴定难度高，且肿瘤细胞表型会随上皮间质转化等过程变化，使基于单一标志物的捕获面临漏检与偏倚。ctDNA是肿瘤细胞凋亡、坏死或主动释放后进入血液的DNA片段，可能携带肿瘤特征性的点突变、插入缺失、拷贝数变化以及表观遗传特征。ctDNA在总循环肿瘤游离DNA中占比波动很大，可从0.01%到>90%，具体比例受肿瘤类型、体积/血供、坏死与凋亡程度、治疗状态以及样本与检测流程影响很大。由于ctDNA能直接承载肿瘤相关的基因与甲基化信息，它成为目前最常用、临床转化最快的一条路线，且在部分癌种与特定临床场景中，已出现多项FDA批准检测的方向。EVs是肿瘤细胞分泌的纳米级囊泡，内含蛋白、DNA/RNA等多类分子标志物，讯号维度同样丰富，近年来在液体活检中受到广泛关注。例如，在转移性黑色素瘤抗PD‑1治疗中，循环EVs可携带并呈递免疫检查点相关分子，其水平变化与治疗应答/预后存在相关性，具有作为疗效监测与免疫治疗获益分层的潜在价值，并可能反映免疫逃逸或耐药相关过程。但外泌体来源复杂、受炎症与良性病变影响较大，且分离纯化与前处理差异会显著影响结果，使其在“规模化、标准化”的早筛应用中面临更高门槛。近年来，液体活检的技术路线也在从单一突变检测走向多组学整合：以ctDNA的甲基化图谱为核心，叠加片段组学（如片段长度分布、末端基序、核小体足迹），有时再融合蛋白指标与临床变量，以提升早期讯号提取能力并辅助推断组织来源。

三、为什么液体活检被重视？

与组织活检相比，液体活检之所以受到重视，主要在于其无创或微创、可重复性强、可动态监测、一定程度克服异质性等优势（图二）。

组织活检往往需要穿刺或手术获取组织，存在出血、疼痛、感染等风险，且对取样部位与患者耐受性要求高。此外，组织活检或手术切除标本可能不能代表全身肿瘤负担，尤其是原发灶与转移灶之间存在基因组异质性，且肿瘤在疾病进程中会发生变化。依赖单部位或单时间点的组织活检，可能漏掉治疗靶点或漏掉后续出现的突变，导致治疗选择不完整。

相比之下，液体活检多为抽血或体液采集，操作简便、痛楚轻微、接受度更高。更重要的是，液体活检具备实时性与动态追踪潜力。例如，ctDNA的半衰期可短至不足两小时，使其有机会更及时反映疾病与治疗压力下的分子变化，从而用于指导用药、疗效评估与耐药监测。另一方面，影像检查结果（如CT、MRI、PET）往往存在滞后的情况，且主要反映形态变化，无法捕捉肿瘤基因组特征，也难以追踪治疗中出现的新突变。而液体活检能够在不同时间点重复检测，为随访管理提供连续证据。

也正因为这种“可重复、可追踪”的能力，液体活检在临床上逐渐走出了两条成熟度不同的应用主线：一条是服务于已确诊患者的诊疗管理；另一条是面向一般或高风险人群的多癌种早检（图三）。两者都属于液体活检，但难度、风险结构和证据要求不尽相同。前者更关注是否能改变治疗决策并改善结局，后者则必须证明在低患病率人群中具有可接受的假阳性代价，并最终带来死亡率或晚期比例下降等公共卫生层面的净获益。

四、液体活检的临床应用：诊疗管理

在临床实践中，液体活检最成熟、最被广泛认可的用途，是对已确诊癌症患者进行用药指导和疗效/耐药监测。以肺癌等为代表，许多标靶药物的适用性取决于肿瘤是否携带特定的基因改变。传统上需要组织活检完成基因检测，但现实中常遇到组织难取、样本不足或患者不适合反复穿刺的情况。此时抽血检测ctDNA便能提供重要线索，并且更方便重复检测，用于观察治疗过程中是否出现耐药相关变化。然而，需要注意的是，在用药指导场景里，血检阳性的参考价值往往较大；但阴性并不能完全排除，因为可能是肿瘤讯号太少导致没检测到，因此常常需要组织检测补充或在合适时间点复测。

另一个更接近未来常规管理的场景，是术后或根治性治疗后的复发风险评估与微小残留病灶（Minimal Residual Disease, MRD）监测。很多患者在手术或放化疗后，看影像时未见明显病灶，但仍有可能残留着极少量的肿瘤细胞。从影像学的角度而言，病灶通常须达到一定体积才能被发现，而ctDNA有时能在影像变化之前提示复发风险，从而为随访策略和治疗决策提供重要参考。比如术后ctDNA持续阳性的人群复发风险更高，ctDNA持续阴性的人群复发风险则相对更低。由于复发风险评估和MRD监测针对的是已确诊且治疗后的患者，基础复发风险更高、结局事件更明确，因此更容易体现风险分层与提前预警的价值。但要真正成为标准化决策依据，还需要更扎实的临床证据证明。

五、液体活检的临床应用：多癌种早检

可以肯定的是，公众最关心的通常是既然我没有任何症状，抽血能不能及早发现癌症？这正是多癌种早检（Multi-cancer Early Detection,MCED）想解决的问题。MCED试图用一次检测覆盖多个癌种，并尽可能给出组织来源线索，从而指导后续该从哪里查起。然而，早筛的第一道门槛来自讯号的强度。早期肿瘤体积小、血供有限，释放到血液中的ctDNA可能只在检测下限附近，未必可以实时检测出来。液体活检的分析敏感度本质上是采样量、背景噪声与靶标讯息量的函数，也就是说，样本里要有足够多能指向肿瘤的分子证据，才可能被统计上可靠地检出。

标准血样中循环游离DNA的拷贝数有限，当早期肿瘤ctDNA极低时，漏检不是偶然，而是统计与分子数量的必然。例如，在早期肺癌中一个约1 cm³的肿瘤对应的突变等位元基因频率（Variant Allele Frequency, VAF）可能低至10-5量级。而现实中，单个样本可捕获的体细胞突变位点往往有限，叠加血浆输入量与测序误差抑制的约束，实际检出下限往往更接近10-4量级。可见早期癌的血液讯号可能微弱到刚好卡在技术极限附近，任何把MCED阴性解读成“排除癌症”的说法，其实都是非常危险的。也正因为突变讯号在早期往往极稀薄，近年来MCED更主流的思路是尽量利用更高信息密度的特征，例如甲基化的广泛差异位点，以及片段组学所反映的染色质与核小体结构信息。它们不必依赖某一个具体突变被捕获，更适合在低肿瘤负荷时通过多位元点特征做统计层面的讯号聚合，并且有机会借助甲基化图谱推断组织来源。即便如此，MCED在早期分期上的敏感度不足，仍是需要面对的现实挑战。

早筛的第二道门槛则是假阳性的代价。筛查面对的是大量看似健康的人群，整体患病率并不高。即使检测特异性很高，只要假阳性率不是极低，落到巨大的人群基数上，也会产生很多被提示异常的人，而这些人需要进一步检查来确证：增强CT、胃肠镜、支气管镜、穿刺活检，甚至PET-CT。需要注意的是，早期检出率上升并不自动等同于死亡率下降。筛查还可能引入过度诊断、过度检查与由此带来的并发症与资源挤占。也正因为终点是如此严格，MCED尽管已有前瞻性队列和真实世界资料在积累，但是否能带来明确人群净获益，仍需要大型随机对照试验来回答，这也是临床指南对其普遍更谨慎的原因。

早筛的第三道门槛是讯号来源并不唯一，血液里检测到的异常并不一定来自实体肿瘤，最典型的干扰因素是意义未明的克隆性造血（Clonal Hematopoiesis of Indeterminate Potential, CHIP）。随着年龄增长，造血干细胞可能自然积累体细胞突变并形成克隆扩增，测序时这些突变会混入cfDNA结果，看起来像肿瘤相关突变，但实际上是来自血细胞而非肿瘤，因而造成假阳性线索。此外，炎症、组织损伤、良性结节、慢性疾病等也可能影响蛋白或多组学模型的判读。换句话说，从测到讯号与确诊癌症之间，其实隔着非常严谨的确证路径，而非简单划上等号。与“一滴血测癌”常被混为一谈的，还有体检里常见的肿瘤标志物（如CEA、AFP、CA19‑9、CA125等）18。这些指标在某些确诊后的监测、疗效评估或复发提示中可能有用，但若是用于无症状普通人群的单独早筛，往往会带来误报与漏报。另外，升高亦可能来自炎症、良性疾病、吸烟或肝病等。指标正常也不能排除癌症。真正能降低死亡率的筛查工具，必须满足一系列条件：能在可治愈阶段发现、发现后有明确诊疗路径、总体上能减少死亡且副作用可接受。单靠抽血测几个数值，往往难以达成这种公共卫生意义上的收益闭环。

六、液体活检的技术发展

液体活检检测技术的发展，本质上是围绕在高背景噪声中稳定捕捉极低丰度肿瘤讯号这一核心难题不断反复运算的过程。在CTCs检测中，早期与传统路线多遵循“先富集、后鉴定”的基本框架。由于CTC在外周血中极为稀少，必须先通过富集策略把目标从大量血细胞中筛出来，再通过免疫学或细胞学方法确认其肿瘤属性。富集方法主要可分为两类：一类是基于生物标志物的免疫亲和捕获，例如以上皮细胞黏附分子（Epithelial Cell Adhesion Molecule, EpCAM）等上皮相关标志物为抓手，通过磁珠分选或微流控芯片实现捕获；另一类是基于物理性质差异的富集，如密度梯度离心、微过滤、惯性聚焦等，利用细胞尺寸、密度或变形性差异进行分离。富集后通常采用免疫荧光/免疫细胞化学染色进行细胞学确认与计数，典型判读逻辑是肿瘤/上皮标志物阳性、白细胞标志物（如CD45）阴性并伴随核染色阳性，必要时还可在单细胞层面辅以荧光原位杂交技术验证染色体扩增或重排等异常以增强证据链。CTC路线的独特优势在于获得的是完整细胞，天然包含形态学与表型信息，并可为单细胞基因组、转录组或蛋白层面的深入分析留下空间，有利于研究肿瘤异质性、转移潜能与耐药机制。但其长期瓶颈同样明显：一是“少”，早期或低负荷肿瘤中CTC更难检出；二是“杂”，CTC异质性极强；三是“变”，肿瘤细胞可经历上皮间质转化等表型转化，上皮标志物下调，导致基于单一标志物（如仅捕获EpCAM+）的方案出现漏检与代表性偏倚。近年来，CTC检测的进化方向逐渐走向“抓得全、看得细、能回收”。在捕获端通过多标志物、多通道与先去除白细胞背景再做多标记鉴定来降低偏倚，在平台端通过微流控与自动化成像计数提升流程一致性，并探索对捕获细胞进行单细胞分子检测，以期让CTC从计数指标扩展为可分型、可解释的综合信息载体。

在ctDNA检测方向，技术演进更典型地体现了从靶向到高通量、从单一突变到高维讯号的升级。ctDNA只占总cfDNA的一小部分，尤其在早期肿瘤中丰度更低，使得检测必须在强背景中识别低频改变。传统临床与实验室手段往往从明确问题出发。例如，用等位基因特异性PCR（AS-PCR/ ARMS-PCR）快速检测已知热点突变；用数位PCR / 液滴数位PCR（dPCR/ddPCR）在低丰度突变检出与动态随访中实现更高灵敏度与稳定定量；对于部分表观遗传讯号，则可采用甲基化特异性PCR等针对已知位点的策略。这类方法的优势是成本与速度可控、结果直接、便于临床解释，但覆盖范围有限，更适合已知靶点的伴随诊断或疗效监测。随着高通量测序技术（Next-generation Sequencing, NGS）平台化能力增强，ctDNA检测逐步扩展到多基因面板、拷贝数变化与染色体不稳定性推断、全基因组浅测序以及甲基化图谱分析等，更进一步还出现了片段组学路线，利用肿瘤相关cfDNA片段更短、末端序列偏好与核小体足迹等差异，将序列层面改变扩展为结构与来源层面讯号。与此同时，ctDNA从研究走向临床的关键障碍并非只是灵敏度。早期/低负荷导致的假阴性始终存在，而更隐蔽的挑战是非肿瘤来源变异造成的假阳性线索，尤其是CHIP相关变异混入cfDNA会干扰突变检测与模型判读。因此，ctDNA的临床应用越来越重视工程化的质量体系。分析前质量控制（例如采血管、运输、离心延迟、冻融循环、提取和文库质量）决定了讯号是否被稀释或污染；误差抑制和阈值策略决定了低频突变的可靠性；多讯号融合（例如突变、甲基化、片段特征等）和对照设计（例如引入白细胞对照或在必要时通过算法去除CHIP特征）用于提高整体稳健性。可以说，ctDNA方法正朝着在真实人群中实现稳定可重复性并支持临床决策的方向发展。

在外泌体/细胞外囊泡领域，检测技术的演进更侧重于分离和纯化的标准化，以及从总量到亚群、从平均到单个囊泡的检测改进。传统流程通常是先分离纯化EVs，再检测其表面标志物或内部货物。例如，分离可采用差速离心、过滤、聚合物沉淀、免疫磁珠捕获、体积排阻色谱或微流控等方法；表征与质控常结合纳米粒子追踪分析（Nanoparticle Tracking Analysis,NTA）、透射电镜（Transmission Electron Microscope, TEM）以及外泌体标志蛋白的免疫印迹（Western Blot, WB）；下游则通过qPCR或测序检测miRNA/lncRNA等核酸货物，通过蛋白质组学或免疫检测分析货物蛋白。

EVs因信息维度丰富、分子相对稳定而受到关注，然而，EVs 临床应用面临的挑战往往不在于是否存在讯号，而在于不同实验室能否获得相同的结果。不同的分离方法在纯度、回收率、脂蛋白或蛋白质复合物污染以及囊泡亚群组成方面存在显著差异，容易将操作差异误解为生物学差异。同时，炎症、组织损伤和良性疾病也会显著改变EVs的数量和组成，降低肿瘤特异性。

基于此，EVs检测的发展方向有两个：一是建立更具可重复性的分离和定量系统（强调标准操作规程、内部参与和批次校准）；二是提高分辨率和特异性，例如，聚焦于肿瘤相关的EVs亚群，推进单EVs检测和数位免疫分析，并利用微流控技术实现分离－富集－检测一体化，从而减少样本量、缩短时间并提高中心间一致性。

总体而言，CTCs、ctDNA与EVs三条技术路线各有优势与局限，但也是天然互补。CTCs信息最完整但捕获最难、标准化挑战大；ctDNA最易平台化且适合动态监测，但早期丰度与CHIP相关变异干扰限制其稳定性；EVs载荷丰富且更稳定，但分离纯化差异与非肿瘤干扰使其临床化更依赖流程标准化。液体活检技术的下一阶段竞争正在从关注单点灵敏度转向系统工程方法，其中包括分析前质量控制、测试平台、资料分析和临床路径。只有当采集处理一致、检测结果可复现、输出可解释并能明确指导后续检查或治疗调整时，液体活检才真正完成从科研可行演化到临床可用的跨越。

七、总结

总的来说，“一滴血测癌”在传播上抓住了无创与及早发现的期待，但在医学上必须被还原为更严谨的命题。液体活检是在体液中捕捉肿瘤相关分子线索，用于风险提示、分型与动态监测，而不是单凭一次抽血便能对是否患癌下最终结论。对已确诊患者而言，CTCs/ctDNA/EVs等检测在用药指导、疗效与耐药监测，以及术后MRD与复发风险分层方面更接近“临床可用”，其价值往往体现在可重复、可追踪与补充组织活检的盲区。然而在面向无症状人群的多癌种早检中，早期讯号弱导致的漏检、假阳性带来的后续检查成本与风险，以及炎症等非肿瘤因素干扰，使其边界更清晰也更需要证据约束。理性的选择不是把液体活检当作万能筛查，而是根据自身风险水平与明确的临床路径来使用。明确它能回答的问题，接受其不确定性，并在阳性时走规范确证流程、在阴性时不放松循证筛查与随访。这便是更合乎逻辑的路径了。

参考资料：

1.Nikanjam M et al. Liquid biopsy: Current technology and clinical applications. Journal of Hematology & Oncology, 15 (2022), 131.

2.Shi J et al. Recent advances in droplet-based microfluidics in liquid biopsy for cancer diagnosis. Droplet, 3 (2024), e92.

3.Bose M et al. Evaluating therapeutic marker expression and EMT heterogeneity in circulating tumor cells from SCLC liquid biopsies using mass cytometry. Journal of Thoracic Oncology, 20 (2025), S27.

4.Ma L et al. Liquid biopsy in cancer: Current status, challenges and future prospects. Signal Transduction and Targeted Therapy, 9 (2024), 336.

5.Pantel K et al. Minimal residual disease as a target for liquid biopsy in patients with solid tumours. Nature Reviews Clinical Oncology, 22 (2025), pp. 65-77.

6.Ho KHW et al. SERS-based droplet microfluidic platform for sensitive and high-throughput detection of cancer exosomes. ACS Sensors, 9 (2024), pp. 4860-4869.

7.Yu W et al. Exosome-based liquid biopsies in cancer: Opportunities and challenges. Annals of Oncology, 32 (2021), pp. 466-477.

8.Huang HM et al. Tumor heterogeneity and the potential role of liquid biopsy in bladder cancer. Cancer Communications, 41 (2021), pp. 91-108.

9.Cescon DW et al. Circulating tumor DNA and liquid biopsy in oncology. Nature Cancer, 1 (2020), pp. 276-290.

10.Tan AC et al. Targeted therapies for lung cancer patients with oncogenic driver molecular alterations. Journal ofClinical Oncology, 40 (2022), pp. 611-625.

11.Minimal residual disease as a target for liquid biopsy in patients with solid tumours, pp.65-77.

12.Wan JC et al. Promises and pitfalls of multi-cancer early detection using liquid biopsy tests. Nature Reviews Clinical Oncology, 22 (2025), pp. 566-580.

13.Abbosh C et al. Phylogenetic ctDNA analysis depicts early-stage lung cancer evolution. Nature, 545 (2017), pp. 446-451.

14.Newman AM et al. Integrated digital error suppression for improved detection of circulating tumor DNA. Nature Biotechnology, 34 (2016), pp. 547-555.

15.Promises and pitfalls of multi-cancer early detection using liquid biopsy tests, pp. 566-580.

16.Marshall CH et al. Clonal hematopoiesis of indeterminate potential in patients with solid tumor malignancies. Cancer Research, 82 (2022), pp. 4107-4113.

17.Liu MC et al. Sensitive and specific multi-cancer detection and localization using methylation signatures in cell-free DNA. Annals of Oncology, 31 (2020), pp. 745-759.

18.Rustin GJS et al. Tumour markers. Annals of Oncology, 4 (1993), pp. S71-S77.

19.Chen J et al. 2D MOF nanosensor-integrated digital droplet microfluidic flow cytometry for in situ detection of multiple miRNAs in single CTC cells. Small, 18 (2022), 2201779.

20.Pei H et al. Recent advances in microfluidic technologies for circulating tumor cells: Enrichment, single-cell analysis, and liquid biopsy for clinical applications. Lab on a Chip, 20 (2020), pp. 3854-3875.

21.Leversha MA et al. Fluorescence in situ hybridization analysis of circulating tumor cells in metastatic prostate cancer. Clinical Cancer Research, 15 (2009), pp. 2091-2097.

22.Shi J et al. A fluorescence turn-on biosensor based on graphene quantum dots (GQDs) and molybdenum  disulfide (MoS₂) nanosheets for epithelial cell adhesion molecule (EpCAM) detection. Biosensors and Bioelectronics, 93 (2017), pp. 182-188.

23.Kalendar R et al. Designing allele-specific competitive-extension PCR-based assays for high-throughput genotyping and gene characterization. Frontiers in Molecular Biosciences, 9 (2022), 773956.

24.Nell RJ et al. Allele-specific digital PCR enhances precision and sensitivity in the detection and quantification of  copy number alterations in heterogeneous DNA samples. Clinical Chemistry, 71 (2025), pp. 752-762.

25.Zhao Y et al. Multiplex digital methylation-specific PCR for noninvasive screening of lung cancer. Advanced  Science, 10 (2023), 2206518.

26.Zhang YC et al. The emerging roles of NGS-based liquid biopsy in non-small cell lung cancer. Journal of  Hematology & Oncology, 10 (2017), 167.

27.Altıntaş O et al. Exploring the versatility of exosomes: A review on isolation, characterization, detection  methods, and diverse applications. Analytical Chemistry, 95 (2023), pp. 16029-16048.

28.Liu C et al. Single-exosome-counting immunoassays for cancer diagnostics. Nano Letters, 18 (2018), pp. 4226-4232.

29.Rabinowits G et al. Exosomal microRNA: A diagnostic marker for lung cancer. Clinical Lung Cancer, 10 (2009), pp. 42-46.